作者简介:王沛(1967—),男,硕士,主任技师,研究方向:临床微生物与免疫学检验。
新型冠状病毒危害大, 传播速度快。截止至2020年10月底, 全球已有200多个国家和地区累计 3 900万人感染, 近110万人死亡[1]。新型冠状病毒特异性抗体不仅可作为核酸检测的补充手段, 亦可作为对人群的流行病追踪, 疫苗接种后的效果评估工具[2]。虽然国内已有关于COVID-19患者感染后体内抗体产生水平及规律的研究[3, 4], 但是由于患者个体差异大, 抗体产生具有异质性, 目前对新型冠状病毒感染后抗体检测阴性群体的相关报道不多[5]。本研究拟探讨确诊COVID-19患者抗体检测阴性群体的临床特征及实验室检测数据特征, 旨在增进对新型冠状病毒确诊患者抗体检测阴性结果的合理判读及对此类患者的有效管理。
回顾性分析2020年1月26日至2020年3月27日荆门市第一人民医院收治的116例 COVID-19患者, 并对其1年内的总抗体检测结果进行跟踪分析。确诊标准参见国家卫生健康委发布的《新型冠状病毒肺炎诊疗方案》第七版[6]。根据临床分型将轻型、中型患者归为轻症组, 将重型、危重型患者并为重症组。按患者抗新型冠状病毒特异性总抗体检测结果将患者分为抗体阳性组、抗体阴性组。本研究经医院伦理委员会审批同意豁免伦理知情同意书。
入组患者在发病15 d后至1年内, 至少经过2次总抗体检测, 均为阴性结果判读为患者抗体阴性; 入组患者在发病15 d后至1年内, 至少经过2次总抗体检测, 且须有1次或1次以上总抗体阳性结果且S/CO值大于5.0以上判读为患者抗体阳性。
所有入组病例均收集患者的临床资料、入院时的血常规、生化全套、凝血五项、新冠特异性总抗体及核酸检测结果, 记录并分组比较分析组间临床与实验室特征差异。
新型冠状病毒SARS-CoV-2总抗体采用厦门万泰凯瑞生物技术有限公司的新型冠状病毒SARS-CoV-2总抗体检测试剂盒(磁微粒化学发光法), 配套设备为万泰生物全自动化学发光免疫分析仪Caris200。新型冠状病毒ORF/N基因双重核酸检测, 采用达安基因股份有限公司的新型冠状病毒检测试剂盒进行荧光定量RT-PCR法分析, 配套设备为美国ABIQ5全自动荧光定量PCR仪。血常规检测使用日本Sysmex XN-9000及配套试剂。CRP及生化检测使用Beckman AU5800及配套试剂。凝血五项采用美国Werfen Top 700 LAS全自动凝血流水线及配套试剂。
采用SPSS 25.0统计学软件进行统计分析, 服从正态分布的计量资料以x± s表示, 组间差异比较采用两独立样本t检验。不服从正态分布的计量资料以M(P25, P75)表示, 组间差异比较采用Mann-Whitney U检验; 定性资料用n(%)表示, 组间差异比较采用χ 2 检验或Fisher精确检验, 以P< 0.05为差异有统计学意义。
20例抗体阴性患者中, 慢性肾病5例, 高血压2例, 糖尿病1例, 其他疾病4例; 96例抗体阳性患者中, 糖尿病28例, 高血压17例, 慢性肾病6例, 其他疾病21例。男性较女性易感染COVID-19, 但两组间差异无统计学意义。抗体阴性组的平均住院日(17.80± 11.70) d少于抗体阳性组的平均住院日(28.88± 10.14) d, 组间差异具有统计学意义(P< 0.05)。见表1。
![]() | 表1 抗体阴性组与阳性组COVID-19患者的临床特征 Table 1 Clinical features of COVID-19 patients with and without anti-SARS-CoV-2 antibody |
116例患者入院时白细胞(white blood cell, WBC)大多正常或降低, 淋巴细胞(lymphocyte, LYM)均降低。D-二聚体(D-dimer, DD)升高, 抗体阴性组的谷丙转氨酶(alanine aminotransferase, ALT)显著低于抗体阳性组。其他实验室指标谷草转氨酶(asparate aminotransferase, AST), 乳酸脱氢酶(lactate dehydrogenase, LDH)及C反应蛋白(C-reactive protein, CRP)两组间无明显差异。见表2。
![]() | 表2 抗体阴性组与抗体阳性组COVID-19患者的实验室特征 Table 2 Characteristics of laboratory data of COVID-19 patients with and without anti-SARS-CoV-2 antibody |
116例患者中, 轻症组患者70例, 重症组患者46例。重症组患者抗体阳性率(93.48%)高于轻症组(75.71%)。经χ 2检验, 组间差异有统计学意义(P< 0.05)。见表3。
![]() | 表3 轻症与重症组COVID-19患者的抗体检测结果比较 Table 3 Comparison of antibody results between regular and severe group |
特异性抗体作为感染性疾病诊断的间接依据具有重要的临床意义。抗SARS-CoV-2特异性抗体在疾病暴发期可作为患者是否感染SARS-CoV-2的诊断依据, 也可作为疾病流行期间可疑患者的追踪及流行病学调查手段。本研究中检测的抗SARS-CoV-2特异性总抗体(IgA、IgM、IgG)采用双抗原夹心法, 使用磁微粒化学发光技术检测患者的抗新型冠状病毒总抗体, 基于新冠病毒S-RBD抗原的万泰总抗体试剂在人群筛查和疾病诊断方面均有很好的敏感性和特异性[7]。
新冠病毒作为一种新发感染流行的病毒, 目前对其引起的抗体应答规律仍知之甚少。不同的研究因纳入对象、检验方法、感染率等因素影响, 对COVID-19确诊患者感染后的抗体阳性率结果报道不一。李萍等[8]报道在COVID-19患者中IgM抗体和IgG抗体的阳性率分别为75.9%和90.5%。徐万洲等[9]报道的COVID-19确诊患者的IgM抗体和IgG抗体的阳性率分别为70.24%和96.10%。刘国才等[10]报道的确诊患者的IgM抗体和IgG抗体的阳性率分别为27.1%和88.8%。本研究显示COVID-19确诊患者总抗体的阳性率为82.76%, 与刘国才等[10]报道结果的IgG抗体的阳性率相近, 但低于其他研究报道的IgG抗体的阳性率。或许这与本研究对象的抗体检测类型、检测方法、入组患者数量、患者基础疾病等因素与其他研究存在差异有关[11]。
对于COVID-19患者感染后抗体阴性患者的研究关注不多。传统观点认为凡是感染性疾病发生后, 会在某个时段产生特异性的IgM及IgG抗体。如果抗体未产生或检出, 往往归因于患者处于抗体检测的窗口期、免疫功能受损或抗体检验方法所致的假阴性[12]。
本研究发现COVID-19患者总抗体阴性率为17.24%, 此组患者临床症状较抗体阳性组症状轻, 可能系重症组患者受染的病毒载量高易刺激机体产生抗体有关[13, 14]。在临床特征方面, 抗体阴性组与阳性组在年龄、性别、基础疾病方面, 临床症状表现等特征差别无显著性差别。在实验室检验数据特征方面, 只有肝功能中ALT两组间有显著性差异, 其他指标差异无统计学意义。本研究表明两组患者的临床特征与实验室特征接近, 提示新冠病毒感染后抗体阴性现象或许是部分COVID-19 患者的一种免疫应答表现。
由于新冠病毒变异株的出现导致了新冠病毒感染诊断、防控的困难[15]。新冠病毒感染或新冠疫苗接种后抗体阴性个体是否会出现新冠病毒的再感染成为了研究热点[16]。本研究中抗体阴性组中5例患者为终末期肾脏病患者, 长期接受肾透析治疗。虽然肾病透析患者可能有免疫功能受损, 但依旧可产生特异性抗SARS-CoV-2抗体[17]。通过本研究推测抗体阴性患者感染新冠病毒后, 并非未产生特异性免疫应答, 只是未产生可检测到的抗SARS-CoV-2抗体, 很可能产生了特异性的T细胞免疫应答。Sekine等[18]的研究也证实了COVID-19抗体阴性患者可通过T细胞免疫保护患者免受新冠病毒的再次感染。
本研究也存在不足之处。这是一项回顾性的单中心研究, 对20例抗体阴性患者标本未能进行抗SARS-CoV-2 T细胞免疫指标的跟踪检测。其次本研究中的抗体检测指标为总抗体, 并非单独检测的IgM、IgG抗体, 与其他研究的技术方法及结果判读存在差异。此外, 由于SARS相关病毒感染后, 其特异性抗体可存在至少2年[19]。故本研究对116例患者的研究以抗SARS-CoV-2抗体至少可持续1年为理论基础, 可能与实际情况存在一定差异。
总之, COVID-19确诊患者感染后新冠抗体阴性现象并不少见, 这些患者与抗体阳性患者的临床、实验室特征基本一致。这类患者虽无抗体产生, 且出院后并未发生新冠病毒的二次感染, 提示首次SARS-CoV-2感染有可能诱导了患者保护性的T细胞免疫。是否如此, 需大样本多中心的研究, 以期进一步验证本研究的结论与推测。
利益冲突声明 所有作者声明不存在利益冲突
编辑:陈景丽 谢永慧
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